Sonia Cárceles, Carlos Casanovas, Salvador Oliver, Susana Mesonero, Fernando Cerro y David Espigares
Servicio Técnico Porcino, CEVA Salud Animal.
La Organización Mundial de Sanidad Animal (OIE) define la gripe porcina como una enfermedad vírica altamente contagiosa que afecta a los cerdos.
Se trata de una enfermedad aguda del aparato respiratorio superior causada por el virus de la gripe tipo A o swine influenza A virus (swIAV). Es un patógeno de distribución mundial y es considerado un agente primario del complejo respiratorio porcino (CRP).
La gripe porcina puede originar un cuadro clínico con:
Signos generales
Signos respiratorios
Signos reproductivos
En todas las fases productivas (Saade et al., 2020)
En cerdas (Gumbert et al., 2020)
El swIAV junto a otros patógenos primarios, como Mycoplasma hyopneumoniae y/o PRRSV, originan un cuadro clínico de mayor gravedad, favoreciendo las coinfecciones con otros agentes bacterianos secundarios (Agerlin et al., 2024).
Este virus tiene un impacto económico variable asociado a la disminución en la eficiencia del crecimiento, aumento de la mortalidad, incremento del gasto en antimicrobianos y a los problemas reproductivos.
La infección, la patogenicidad y el desarrollo de la respuesta inmunitaria están determinadas por dos proteínas de la superficie del virus, denominadas hemaglutinina (HA) y neuraminidasa (NA), que determinan los diferentes subtipos en los que se puede clasificar.
La hemaglutinina (HA) y neuraminidasa (NA), proteínas de la superficie del virus, determinan los diferentes subtipos en los que se puede clasificar.
Además, se pueden producir reordenaciones con las distintas combinaciones de HA y NA a partir de los subtipos clásicos (H1avN1, H1huN2 y H3N2) y del linaje pandémico (H1pdmN1).
Un estudio de prevalencia realizado en 11 países de Europa entre 2020 y 2023, y publicado en 2024, indica que el subtipo más prevalente es el H1avN2 (Gráfica 1), adquiriendo el linaje pandémico (H1pdmN1 y H1pdmN2) cada vez mayor importancia en la población porcina (Lillie-Jaschniski et al., 2024).
Gráfica 1. Subtipos de SIV detectados en Europa en 2020-2023.
En España, datos de detección del virus, en casos clínicos asociados a swIAV entre los años 2018 y 2023, indican que la prevalencia de los distintos subtipos (Casanovas et al., 2024) muestra divergencias importantes a lo largo del tiempo y entre las diferentes zonas del país (Gráfica 2 y Tabla 1), observándose un incremento de H1pdm y H3, y evidenciando que en 2023 todas las HA presentan una prevalencia similar.
Es importante recordar que más del 90 % de las granjas son seropositivas al menos a un subtipo del swIAV (Fraile et al., 2010; Simon-Grifé et al., 2011).
Gráfica 2. Evolución de hemaglutininas en España de 2018 a 2023.
Tabla 1. Distibución de hemaglutininas por zonas en España de 2018 a 2023.
Para el diseño de los programas de control de la enfermedad hay que tener en cuenta que no existe protección cruzada entre los distintos subtipos, siendo importante elegir la vacuna/s que sea capaz de proteger frente al subtipo/s presente en la granja.
Las vacunas reducen la carga viral pulmonar, la diseminación del virus y la gravedad de los signos clínicos (Deblac et al., 2020).
Existen dos criterios clave para el diagnóstico: el diagnóstico asociado a la clínica y la determinación del subtipo del virus.
Para realizar un adecuado diagnóstico del swIAV se debe cumplir la premisa de detectar el virus mediante RT-PCR en animales que presenten clínica y/o lesiones pulmonares compatibles.
En animales vivos, se seleccionan aquellos que presenten abatimiento y fiebre (> 40 °C), tomándoles muestras mediante hisopado nasal individual, usando hisopos con medio de transporte específico para virus, dentro de los 3 primeros días desde el inicio de la clínica.
Si se retrasa el momento de la toma de muestras, disminuye la posibilidad de detección del virus, dado que el virus avanza hacia las vías respiratorias inferiores y no suele permanecer en el mismo animal más de 5 días.
El raspado traqueobronquial o el lavado broncoalveolar también podrían ser muestras adecuadas para la detección del swIAV.
En el caso de existir mortalidad, se puede detectar el virus mediante RT-PCR en vías respiratorias inferiores, tomando una muestra con hisopo a nivel de tráquea, bronquios o pulmón.
Además, es muy interesante realizar un estudio histopatológico de las lesiones pulmonares compatibles (áreas de consolidación) en la región craneoventral, para determinar si existe neumonía broncointersticial y broquiolitis necropurulenta, lesiones asociadas al swIAV, pudiendo incluso realizar una técnica inmunohistoquímica para asociar el antígeno del virus a las lesiones pulmonares.
Con el objetivo de monitorizar el virus en una población, se suelen utilizar muestras de fluidos orales donde se detecta la presencia del virus mediante la técnica RT-PCR, incluso en situaciones de baja prevalencia (Romagosa et al., 2011).
Esta monitorización del virus aporta información acerca de la dinámica de infección y de los subtipos que están circulando en la granja (Spackman et al., 2002).
Es importante recordar que el swIAV no produce viremia, por lo que las muestras de suero solo son de utilidad para la detección de anticuerpos frente al virus, permitiendo realizar un estudio de la seroconversión mediante la toma de muestras pareadas de sangre de los mismos animales al inicio de la clínica y 3-4 semanas después.
Las técnicas más utilizadas son:
La IHA y SN detectan la presencia de anticuerpos neutralizantes específicos frente al swIAV y/o a un subtipo concreto (Van Reeth et al., 2006).
No obstante, la interpretación de los resultados obtenidos mediante estas técnicas es compleja debido a la elevada seroprevalencia de swIAV en las granjas (Fraile et al., 2010), la circulación de varios subtipos y linajes en una misma granja y las reacciones serológicas cruzadas entre ellos (Van Reeth and Vicent, 2019).
Las técnicas serológicas se suelen utilizar en reproductoras con clínica reproductiva compatible.
A continuación, se exponen los resultados de varios estudios de campo realizados en España y publicados recientemente.
Cárceles et al., (2024) llevaron a cabo un estudio en una granja de 2.000 reproductoras con un sistema de producción multisitio en diferentes localizaciones.
Los lechones al final de la lactación y primeras semanas de de transición presentaban fiebre (>40 °C) y tos.
El swIAV fue detectado mediante RT-PCR en muestras de hisopos nasales de lechones con clínica y el subtipado del virus determinó la presencia de H1huN2.
La inmunoprofilaxis para el control de la enfermedad se estableció mediante el uso de la única vacuna comercial disponible en España que contiene el subtipo detectado en la granja (Respiporc FLU3®, Ceva Salud Animal).
Inicialmente, todas las reproductoras fueron vacunadas y revacunadas en sábana, con una separación entre ambas dosis de tres semanas, a la vez que las cerdas de reposición fueron vacunadas y revacunadas durante la fase de adaptación.
Posteriormente, el protocolo vacunal quedó establecido en cerdas reproductoras mediante la aplicación de Respiporc FLU3® a todo el colectivo cada seis meses.
Los resultados tras la vacunación mostraron mejoras significativas o numéricas en los parámetros productivos durante las etapas de lactación (Tabla 2) y transición (Gráfica 3).
a,b Diferentes letras indican significancia estadística (p<0,05).
Tabla 2. Parámetros productivos durante el periodo de lactación.
a,b Diferentes letras indican significancia estadística (p<0,05).
Gráfica 3. Parámetros productivos durante el periodo de transición.
Ramis et al. (2024) realizaron dos estudios en una granja de ciclo cerrado, en la que los animales de cebo presentaban una infección por la cepa H1pdmN2 de swIAV.
Se seleccionaron cuatro lotes de animales, estableciéndose:
Se observaron los signos clínicos en la granja y las lesiones pulmonares en matadero y se analizaron los parámetros productivos, así como su correlación con la cuantificación de patógenos, mediante RT-PCR en fluidos orales.
En tres de los lotes (con2, vac1 y vac2) se evaluó el índice de tos, el índice de estornudos en cebo y las lesiones pulmonares mediante el sistema CLP (Ceva Lung Program, Ceva).
El índice de tos y de estornudos, así como las lesiones pulmonares compatibles con Mycoplasma hyopneumoniae y la pleuritis dorsocaudal asociada a Actinobacillus pleuropneumoniae se redujeron significativamente en los lotes vacunados.
El lote vac2 mostró diferencias significativas en los pesos y en la ganancia media diaria respecto al grupo con1 (Gráfica 4).
Gráfica 4. Parámetros productivos durante el periodo de cebo.
Además, se concluyó que las correlaciones de la carga viral de swIAV y virus PRRS detectadas influye significativamente en los parámetros de crecimiento, cuanto menor es la carga viral mayor es el peso y la ganancia media diaria.
En España, en los últimos años, se ha observado una evolución de la prevalencia de los tres subtipos mayoritarios de swIAV (H1avN1, H1huN2, H3N2), así como de las reordenaciones entre ellos, y un aumento de la circulación de cepas pandémicas.
La adecuada elección de la/s vacuna/s frente a swIAV y un óptimo protocolo vacunal, en función de la etapa productiva en la que circule el virus, son parte del éxito del control de la enfermedad y, por lo tanto, pueden disminuir la clínica y mejorar los resultados reproductivos y productivos en transición y cebo, así como reducir las lesiones pulmonares.
Agerlin et al., 2024. Swine Influenza A Virus and its co-infections – A perspective from six European countries. IPVS & ESPHM 2024, HHM-CP-04.
Cárceles et al., 2024. Impact on productive parameters in farrowing and post-weaning period of piglets after sow vaccination against Swine Influenza A Virus. IPVS & ESPHM 2024, IMM-CP-05.
Casanovas et al., 2024. Swine Influenza virus evolution in Spain from 2018 to 2023. IPVS & ESPHM 2024, VVD-PP-20.
Deblanc et al., 2020. Evaluation of the pathogenicity and the escape from vaccine protection of a new antigenic variant derived from the European human-like reassortant swine H1N2 influenza virus. Viruses. 2020, 12:1155.
Fraile et al., 2010. Risk factors associated with pleuritis and cranio-ventral pulmonary consolidation in slaughter-aged pigs. Vet J. 2010, 184 (3):326-33.
Gumbert et al., 2020. Reproductive performance of pandemic influenza A virus infected sow herds before and after implementation of a vaccine against the influenza A (H1N1) pdm09 virus. Porc. Health Manag. 2020, 6, 4.
Lillie-Jaschniski et al., 2024. Swine Influenza A typing results in 11 European countries from January 2020 to September 2023. IPVS & ESPHM 2024, VVD-PP-73.
Ramis et al., 2024. Clinical parameters and lesions at slaughter in swine influenza virus (swIAV)-vaccinated animals. IPVS & ESPHM 2024, VVD-PP-74.
Ramis et al., 2024. Performances in SWIAV-vaccinated pigs and the correlation with the quantification of pathogens. IPVS & ESPHM 2024, VVD-PP-113.
Romagosa et al., 2011. Sensitivity of oral fluids for detecting influenza A virus in populations of vaccinated and non-vaccinated pigs. Influenza Other Respir Viruses 2011,6(2):110–118.
Saade et al., 2020. Coinfections and their molecular consequences in the porcine respiratory tract.Vet.Res. 2020, 51, 80 (2).
Simon-Grifé et al., 2011. Seroprevalence and risk factors of swine influenza in Spain. Veterinary Microbiology 2011, 149, 56-63.
Spackman et al., 2002. Development of a real-time reverse transcriptase PCR assay for type A influenza virus and the avian H5 and H7 hemagglutinin subtypes. J Clin Microbiol 2002, 40(9):3256-60.
Van Reeth et al., 2006. Serological Profiles after Consecutive Experimental Infections of Pigs with European H1N1, H3N2, and H1N2. Viral Immunology 2006, Vol. 19, Nº3.
Van Reeth and Vicent, 2019. Influenza viruses. Diseases of Swine 2019, pp. 576.
Publicado en porcinews.